RT-PCR實驗操作流程

信帆生物提供 PCR實驗代測，實時熒光定量PCR實驗代測，RT-PCR代測?？蛻糁恍枰峁颖?，其他所有試劑都由本公司提供。一般7-10天出結果，提供原始數據，分析數據，實驗報告，實驗室所用儀器型號，圖片，動力擴增曲線等。

RT-PCR實驗外包，mRNA、miRNA、lncRNA、DNA實驗代測

服務內容：

1.制定個性化實驗方案：根據不同的實驗目的確定實驗方案、選定合適的內參；
2.檢測類別：mRNA、miRNA、lncRNA、DNA；
3.樣本抽提及質檢：對客戶提供樣本進行RNA抽提，并利用NanoDrop進行樣本質檢；
4.定量PCR預實驗：包括樣本反轉錄為CDNA、配置PCR反應體系及進行Real-TimePCR反應；
5.正式定量PCR實驗：根據預實驗結果進行正式實驗；
6.數據分析：采用2- △△CT法進行分析，比較不同樣本間差異。

服務要求：
1.請提供組織樣本，細胞樣本，血漿或血清樣本，totalRNA；
2.請提供已知的全長基因序列或GeneBank號；
3.請提供盡可能詳細的背景資料：DNA/RNA來源、基因豐度等。

結果內容：整理好的報告，樣本收到之日起5個工作日內反饋質檢結果。

結果展示：

樣本質檢圖

溶解曲線：

擴增曲線

數據統計

每個指標有2張圖。一張是擴增曲線，另一張是熔解曲線，用來證明PCR擴增中無非特異性擴增

送樣運輸要求：

1. 樣品處理

a. 動物組織：常規組織，脂肪組織，結締組織，纖維化組織適當增加。將組織剪切成合適大小后（建議組織塊長寬高均不大于0.5 cm），然后迅速浸泡于5～10倍體積的RNAsolidTM試劑中。（注意：已浸入RNAsolidTM試劑中的組織經平衡一段時間后，可從溶液中取出，切成更小的組織塊，再重新放回RNAsolidTM試劑中；有些比較弱的液體滲透性組織如骨頭等，不適合用RNAsolidTM試劑進行RNA保護。）

b.植物組織：新鮮的葉、果肉、種子最少100 mg。將嫩葉，嫩莖組織切成合適的大?。ńㄗh長寬高均不大于0.5 cm）后，然后迅速浸泡于5～10倍體積的RNAsolidTM試劑中。（注意：某些植物組織天生具有的屏障，如葉子表面的蠟層可阻礙RNAsolidTM試劑的滲透，對于此類組織，通常需破壞這些屏障層以允許溶液的浸透。）

c.細胞等樣本：收集不小于10^6個細胞的沉淀（用PBS清洗1-2次）。之后迅速加入5～10倍體積的RNAsolidTM試劑。

d.酵母、細菌等樣本：離心棄上清，收集小米粒大小的單菌體沉淀，然后迅速加入適量的RNAsolidTM試劑浸沒菌體沉淀。
e. RNA樣品： OD260/280為1.8-2.0，濃度≥100 ng/μL，體積≥20μL，干冰運輸。

f.cDNA：cDNA原液≥20 μL，干冰運輸。

Real -Time PCR，即實時監測PCR擴增產物并進行解析的方法，它是在PCR反應體系中加入熒光物質，并通過Real -Time PCR檢測系統對PCR反應進程中的熒光信號強度進行實時監測，終對實驗數據進行分析處理的方法。Real -Time PCR自1996年由美國Applied Biosystems公司推出以來，廣泛應用于生物研究的各個領域。目前主要有SYBR Green 染料、Taqman探針法兩種。

PCR實驗代測，熒光定量PCR代測服主要儀器及耗材
旋渦振蕩器 ：上海青浦瀘西儀器廠產品
手握式電動勻漿機：德國FLUKO 公司產品
低溫冷凍離心機：Sigma（3K15）公司產品
Real-time檢測儀：ABI （ABI-7300）公司產品
超純水分離系統：美國LABCONCO公司
離心管及10μL、200μL、1000μL槍頭等常規耗材均為國產；RNA提取過程中所需的離心管、槍頭等耗材經過0.1%的DEPC水浸泡過夜，121℃滅菌30min，烘干后備用。

PCR實驗代測，熒光定量PCR代測服實驗室試劑的操作
1)所用的所有溶液都應該沒有核酸和(或)核酸酶(DNase和RNase)污染。
2)所有PCR試劑中使用的水都應該是高質量的-新鮮蒸餾的去離子水，用0.22μm過濾的，并且是高壓滅菌。
3)在20℃到25℃貯存的試劑建議加點像疊氮NA一類的抗微生物劑，在擴增試劑或樣品制備試劑中加入0.025%的疊氮NA不抑制擴增反應。
4)所用試劑都應該以大體積配制，實驗一下看試劑是否滿意，然后分裝成僅夠一次使用的量進行貯存。
5)所有試劑和樣品準備過程中都要使用一次性滅菌的瓶子和管子。
6)新配制的試劑在用于準備新的標本之前應該加以檢驗。
7)樣品準備和前PCR區所使用的移液管在不使用時都應該小心保存。

本程序適用于自動PCR操作，可適用于大多數情況，所用酶是不含核酸外切酶活性的熱穩定聚合酶，如Taq聚合酶等。
引物（各50pmol） 0.2mmol/L dNTPs（必須使用高質量的dNTPs，這一點非常重要。dNTPs經反復化凍后會發生降解，因此應分成小份保存。應注意混合物中四種dNTP的量要相等） 模板DNA：約0.05～1mg基因組DNA或0.002～0.02mg質粒DNA Taq DNA聚合酶（Perkin Elmer, Norwalk, Connecticut） 10×PCR緩沖液（500mmol/L KCl，15mmol /L MgCl₂，100mmol/L Tris·HCl，pH 8.3） 礦物油
電泳所需試劑
【儀器設備】
PCR擴增儀
電泳裝置
微量離心機
微量移液器（1～20ml和20～200ml）
0.5ml Eppendorf 管
紫外線觀察裝置及照相設備

操作程序

1．在無菌的Eppendorf管內加入以下反應物：

2．93℃ 反應2 min后開始以下循環：
93℃變性反應1 min；
50℃退火反應1 min；
72℃延伸反應3 min。
經過17～35循環后，后一個循環72℃增加5 min。循環結束后反應產物置于40℃保存。
3．取1～5ml反應產物走凝膠電泳，經溴化乙錠染色檢測擴增的情況。

應注意的問題及其解決方法

1．PCR反應條件的優化
要優化特定的PCR反應，有必要試用不同的反應組分和循環參數。表2-1列出了添加或改變某一試劑濃度對反應結果的影響，從中大家可以得到一些線索以改進反應條件，提高PCR產量和/或特異性，一般情況下，只須改變一兩個參數就行了，如pH值和MgCl₂濃度。表2-2給出了循環參數對PCR結果的影響。
表2-1 PCR各反應組分濃度對產物特異性和產量的影響

* 效果可能不可預測
** 添加10% DMSO時，Taq DNA聚合酶的活性會被抑制47%，因此反應加大Taq DNA聚合酶的用量（即5U）予以補償
*** Perkin Elmer, Norwalk, Connecticut
表2-2 可改變以提高PCR產物的特異性和/或產量的循環參數

* 使用基因組DNA作模板時，開始幾個循環變性應于97℃進行
** 假定Tm值為60℃
*** 延伸時間依產物大小而定：1000bp的產物延伸30s即可，產物更長時，按每1000 bp延伸0.5 min計，在后期循環中增加延伸時間可以提高擴增效率
2．引物的設計
毫無疑問，引物的堿基組成，長度及其靶序列的同源性是決定PCR成敗的首要因素，選擇設計引物在一定程度上仍然要靠經驗，對于某一對引物而言尚無通用的規則可嚴，但應遵守以下原則：
（1）一般性原則：
①長度：15～30bp，其有效長度 [Ln=2 (G+C)+(A+T)] 一般不大于38，否則PCR的適延伸溫度會超過Taq酶的佳作用溫度（74℃），從而降低產物的特異性。
②G＋C含量：應在45%～55%之間，PCR擴增中的復性溫度一般是較低Tm值引物的Tm值減去5～10度。引物長度小于20時，其Tm值等于4×(G+C)+2×(A+T)。
③ 堿基分布的隨機性：應避免連續出現4個以上的單一堿基。尤其是不應在其3’端出現3個的連續的G或C，否則會使引物在G＋C富集序列區錯誤引發。
④ 引物自身：不能含有自身互補序列，否則會形成發夾樣二級結構。
⑤引物之間：兩個引物之間不應有多于4個的互補或同源堿基，不然會形成引物二聚體，尤應避免3’端的互補重疊。
⑥特異性：與非特異擴增序列的同源性應小于70%，或少于連續8個的互補堿基。
（2）引物的3’端：
引物的3’端很大程度上影響Taq酶的延伸效應，除特殊情況（AS-PCR）外，3’端不應發生錯配。S. Kwok等發現，引物的3’端發生錯配時，A:A使產量下降至1/20，A:G或C:C下降至1/100。當末位堿基是T時，即使錯配也能引發鏈的合成，而為A時錯配的引發效率低，G、C居間。
因此，引物的3’端堿基好選用A、G、C，而盡可能地避免選用T，尤應避免連續出現2個以上的T。
此外，如果擴增編碼區域，引物的3’端不要終止于密碼子的第3位，因此處易發生簡并，從而影響擴增特異性。
（3）避開引物的二級結構區：
某些引物無效的原因是引物重復區二級結構的影響，因此選擇擴增片段時應注意避開二級結構區，有些計算機軟件可幫助確定該區域，如不能避開，則可用7- deaza-2’-脫氧GTP取代dGTP，有助于PCR成功。
目前在引物選擇中已廣泛應用計算機軟件，從EMBL或Genebank中查找有關基因序列，并依據上述原則對所選用引物進行評價。
3．出現異常結果時的解決思路
在做PCR反應的過程中，由于其酶促反應的本質，影響終結果的因素較多，所以出現一些非預料的結果是可以理解的。下面簡單地總結一下在PCR反應結果出現異常時我們應該采取的措施。
（1）電泳檢查沒有 PCR產物
a．需檢查一下Taq DNA聚合酶是否失活，或是活性太低，還需查一下在加樣過程中是否向體系中加過Taq DNA聚合酶；
b．需檢查一下所使用的引物，看其序列設計是否正確，是否堿基組成不平衡；
c．需要檢查一下PCR反應過程中模板是否變性充分，尤其在前幾個循環中是否變性充分；可以適當地提高模板變性的溫度或是適當延長變性的時間；
d．需檢查一下在PCR反應體系中是否有Taq DNA聚合酶的抑制劑，如SDS污染等等；
e．需檢查一下模板中是否有蛋白酶和核酸酶的污染，可以預先加熱使之失活。
（2）電泳檢查出現引物二聚體區帶
a．需檢查一下兩個引物的3’端是否互補，或者是否有相類似的回文結構；
b．需檢查一下使用的引物是否太短，可以予以適當的延長；
c．需檢查模板的用量，模板以10－4個拷貝為佳，模板太少會造成引物相對過量；
d．適當地降低引物的濃度，引物濃度過高是出現引物二聚體的主要原因；
e．循環次數太多也易形成引物二聚體，可以適當地減少循環數；
f．可以將復性溫度提高一些以減少引物二聚體形成。
（3）電泳檢測PCR產物呈片狀（smear）
a．需檢查一下Taq DNA聚合酶的用量，適當地減少Taq酶的量有助于特異性條帶擴增；
b．可以提高反應的退火溫度，或者直接采用兩個溫度的PCR（68℃退火和延伸，94℃模板變性）；
c．適當地降低Mg ²⁺ 的濃度也可起到降低非特異性擴增可能性的作用；
d．適當地減少反應退火的時間和延伸的時間；
e．適當地減少循環次數也會有效果；
f．可以嘗試使用巢式引物PCR（nested primer PCR）。
（4）電泳檢測PCR產物出現其它非特異性條帶
a．需檢查一下引物的3’端是否有連續排列的G或C；
b．可以適當地提高退火溫度或直接采用兩步溫度PCR方法進行擴增；
c．可以降低Taq DNA聚合酶的用量，同時也降低引物的濃度；
d．可以適當地減少退火所用的時間以及延伸反應的時間；
e．可以適當地增加或減少一些Mg ²⁺ 濃度。
4．假陽性
實驗中設立的陰性對照可提示有無假陽性結果出現。如果一次實驗中的幾個陰性對照中出現一個或幾個陽性結果，提示本次實驗中其它標本的檢測結果可能有假陽性。造成假陽性的原因包括樣品污染、擴增試劑污染、擴增產物交叉污染等。常見的污染來源包括實驗室環境、加樣器、操作中形成的噴霧、DNA抽提儀器、試劑及任何與擴增產物接觸的東西。
預防各種污染的措施主要有：（1）工作區隔離。（2）改進實驗操作，如在加樣過程中避免試劑飛濺、吸頭離心管使用前高壓處理、試劑分裝成小份一次使用后棄去等。（3）操作程序合理化，如后加陽性對照等。


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